ÉQUIPE

La dynamique musculaire

Responsable d'équipe : F. Schnorrer

Notre équipe étudie la biomécanique de la morphogenèse musculaire, en mettant l’accent sur ​​la façon dont l’appareil contractile développe une quasi régularité cristalline à travers tout le muscle.

RÉSUMÉ GRAND PUBLIC

Dans notre corps, les muscles sont les principaux organes générant la force. Ils nous permettent de grimper de hauts sommets,  de courir des marathons ou de traverser la Manche. Le sarcomère est l’unité contractile de base de tous les muscles. Les gros muscles contiennent des milliers de ces sarcomères disposés en série, pour former de longues chaînes appelées myofibrilles. Ces myofibrilles linéaires sont localisées à l’intérieur de la cellule musculaire.

Drosophila flight muscles (blue) house many parallel myofibrils of many hundred sarcomeres.

La morphogenèse des muscles est un processus qui nécessite plusieurs étapes. Les myoblastes prolifèrent, migrent et fusionnent pour devenir des myotubes. Les myotubes recherchent les cellules tendineuses, auxquelles ils établissent des jonctions fortes et résistantes. Enfin, les myofibrilles et les sarcomères se réunissent permettant ainsi la différenciation du myotube en fibre musculaire. La biomécanique de ces myofibrilles est réglée selon les besoins fonctionnels propres à chaque type de muscle dans le corps.

Flight muscle morphogenesis and sarcomere scheme.

Nous combinons les avantages génétiques de la drosophile, ainsi que l’imagerie in vivo à haute résolution pour disséquer fonctionnellement la biomécanique de la morphogenèse musculaire. Les questions qui nous intéressent particulièrement sont les suivantes :

  • Comment les muscles établissent-ils des jonctions fortes et résistantes aux tendons ? 
  • Comment la contractilité des myofibrilles et des sarcomères contractiles est-elle construite ?
  • Comment la diversité fonctionnelle des muscles est-elle réalisée ?

 

RÉSUMÉ SPÉCIALISTES

Le développement musculaire de la Drosophile adulte

Nous étudions les muscles de la drosophile adulte, en particulier les muscles du vol pour imager la jonction muscle-tendon et la myofibrillogenèse chez les animaux en cours de développement. Nous avons constaté que, dans un premier temps, les myotubes se connectent aux cellules tendineuses, par leurs extrémités, et seulement après que les jonctions soient stabilisées, la myofibrillogenèse est déclenchée dans l’ensemble du muscle. En utilisant des techniques de découpe laser in vivo, nous avons découvert que la tension mécanique est générée après que les muscles soient rattachés aux tendons. Fait intéressant, cette tension accumulée est nécessaire pour activer la myofibrillogenèse (Weitkunat et al . 2014).

Quantification des forces à travers les molécules in vivo

(A-C) Functional principle of FRET-based tension sensors. We insert these sensors into proteins to determine the force across proteins by quantifying the life time of the fluorescence (FLIM). (D) A tissue under mechanical strain: flight muscles (green) pull on stably attached to tendons (red). Regular myofibrils (green) start to assemble.

Durant l’assemblage des myofibrilles et des sarcomères, une structure quasi-cristalline de myosine (filaments épais), d’actine (filaments fins) liés par des molécules de titine géantes (C-filament) est construite dans chaque muscle. En utilisant l’imagerie in vivo, nous avons trouvé que ce modèle myofibrillaire s’organise simultanément à travers la fibre musculaire entière, après que la tension ait été mise en place. Nous avons pour hypothèse que la tension est utilisée comme une boussole moléculaire pour aiguiller l’assemblage myofibrillaire, permettant ainsi que chaque myofibrille s’étende à travers la fibre musculaire entière. Cela garantit des contractions musculaires efficaces dans le muscle mature. Nous testons cette hypothèse en utilisant des capteurs de force moléculaire, qui nous permettent de quantifier la tension durant le développement des myofibrilles.

Nous appliquons également des techniques nouvelles de microscopie à haute résolution pour surveiller l’assemblage des myofibrilles à l’échelle nanométrique.

 

Marcher ou Voler

Endogenous Spalt protein tagged with GFP (green) by CRISPR-mediated HDR followed by RMCE is functional and localises to flight muscle nuclei. Trachea in white, myofibrils in red.

Les muscles du vol abritent un appareil spécialisé “fibrillaire” contractile pour alimenter les oscillations rapides de l’aile à 200 Hz. Cela nécessite un type de fibre musculaire très rigide, liée aux muscles cardiaques chez les vertébrés. En revanche, les muscles moins rapides des jambes présentent une architecture musculaire tubulaire, étroitement liée aux muscles striés du corps, chez les vertébrés.

Nous avons identifié le gène sélecteur de la myofibrille Spalt, facteur de transcription conservé qui infère la morphogenèse musculaire fibrillaire en induisant l’expression et l’épissage alternatif de composants sarcomériques clés (Schönbauer et al., 2011). Nous avons trouvé que, en aval de Spalt, le programme d’épissage spécifique musculaire est régulé par la protéine de liaison de l’ARN Arrest (Bruno) (Spletter et al. 2015). Ainsi, comme dans le muscle vertébré, la biomécanique d’un appareil contractile spécifique d’un type de fibre est régulée par la transcription et l’épissage alternatif des composants spécifiques du sarcomère. Actuellement, nous étudions le mécanisme d’épissage alternatif spécifique pour chaque type de fibre ainsi que l’impact individuel des composants régulés dans l’assemblage des myofibrilles et dans la biomécanique musculaire.

Technique génomique

Endogenous Spalt protein tagged with GFP (green) by CRISPR-mediated HDR followed by RMCE is functional and localises to flight muscle nuclei. Trachea in white, myofibrils in red.

Nous avons développé un protocole efficace d’ingénierie génomique en deux étapes pour manipuler de manière endogène les gènes d’intérêt de la drosophile directement au niveau des locus (Zhang et al . 2014). Dans l’étape 1, nous utilisons CRISPR/Cas9 flanqué par deux sites attP, dirigé pour remplacer une région cible avec un marqueur sélectionnable (yeux rouges fluorescents). Dans l’étape 2, on remplace le marqueur inséré avec un ADN de choix à l’aide de la cassette d’échange ΦC31 (RMCE). Cette technique permet une flexibilité et une efficacité de modulation du locus, par exemple pour générer un allèle étiqueté ou pour insérer des mutations ponctuelles de choix.

Le TransgeneOme de la drosophile

LamininA-GFP expression in the adult thorax. Trachea and motor neurons are particularly well visible.

 En collaboration avec les laboratoires des Pr. Tomancak, Sarov et VijayRaghavan, nous avons généré une ressource de l’ensemble du génome pour l’analyse de la localisation des protéines chez la drosophile. Nous avons étiqueté 10,000 protéines en insérant la protéine GFP dans un large crible de clones génomiques FlyFos. Pour 900 de ces clones, nous avons produit des mouches transgéniques, qui peuvent être utilisées pour évaluer la dynamique in vivo et la localisation subcellulaire de la protéine marquée.

La plupart des protéines marquées, des anticorps fonctionnels ou des outils d’imagerie en temps réel n’étaient pas disponibles avant. Toutes les lignées transgéniques sont disponibles auprès de VDRC ( http://stockcenter.vdrc.at ) et peuvent ainsi être utilisés par la communauté drosophile. Une prépublication du manuscrit peut être trouvée ici.

 


Main publications

PUBLICATION

A genome-wide resource for the analysis of protein localisation in Drosophila.

Sarov M, Barz C, Jambor H, Hein MY, Schmied C, Suchold D, Stender B, Janosch S, Kj VV, Krishnan RT, Krishnamoorthy A, Ferreira IR, Ejsmont RK, Finkl K, Hasse S, Kämpfer P, Plewka N, Vinis E, Schloissnig S, Knust E, Hartenstein V, Mann M, Ramaswami M, VijayRaghavan K, Tomancak P, Schnorrer F.
Elife. 2016 Feb 20;5. pii: e12068. PMID: 26896675

PUBLICATION

The RNA-binding protein Arrest (Bruno) regulates alternative splicing to enable myofibril maturation in Drosophila flight muscle.

Spletter ML, Barz C, Yeroslaviz A, Schönbauer C, Ferreira IR, Sarov M, Gerlach D, Stark A, Habermann BH, Schnorrer F.
EMBO Rep. 2015 Feb;16(2):178-91. PMID: 25532219

PUBLICATION

Tension and force-resistant attachment are essential for myofibrillogenesis in Drosophila flight muscle.

Weitkunat M, Kaya-Çopur A, Grill SW, Schnorrer F.
Curr Biol. 2014 Mar 31;24(7):705-16. PMID: 24631244

PUBLICATION

Spalt mediates an evolutionary conserved switch to fibrillar muscle fate in insects

Schönbauer C, Distler J, Jährling N, Radolf M, Dodt HU, Frasch M, Schnorrer F.
Nature. 2011 Nov 16;479(7373):406-9. PMID: 22094701

PUBLICATION

Systematic genetic analysis of muscle morphogenesis and function in Drosophila

Schnorrer F, Schönbauer C, Langer CC, Dietzl G, Novatchkova M, Schernhuber K, Fellner M, Azaryan A, Radolf M, Stark A, Keleman K, Dickson BJ.
Nature. 2010 Mar 11;464(7286):287-91. PMID: 20220848

PUBLICATION

A genome-wide transgenic RNAi library for conditional gene inactivation in Drosophila.

Dietzl G, Chen D, Schnorrer F, Su KC, Barinova Y, Fellner M, Gasser B, Kinsey K, Oppel S, Scheiblauer S, Couto A, Marra V, Keleman K, Dickson BJ.
Nature. 2007 Jul 12;448(7150):151-6. PMID: 17625558

PUBLICATION

The transmembrane protein Kon-tiki couples to Dgrip to mediate myotube targeting in Drosophila

Schnorrer F, Kalchhauser I, Dickson BJ.
Dev Cell. 2007 May;12(5):751-66. PMID: 17488626
Other publications

PUBLICATION

Slit cleavage is essential for producing an active, stable, non-diffusible short-range signal that guides muscle migration.

Ordan E, Brankatschk M, Dickson B, Schnorrer F, Volk T.
Development. 2015 Apr 15;142(8):1431-6. PMID: 25813540

PUBLICATION

Ret rescues mitochondrial morphology and muscle degeneration of Drosophila Pink1 mutants

Klein P, Müller-Rischart AK, Motori E, Schönbauer C, Schnorrer F, Winklhofer KF, Klein R.
EMBO J. 2014 Feb 18;33(4):341-55. PMID: 24473149

PUBLICATION

Transcriptional regulation and alternative splicing cooperate in muscle fiber-type specification in flies and mammals

Spletter ML, Schnorrer F.
Exp Cell Res. 2014 Feb 1;321(1):90-8. PMID: 24145055

PUBLICATION

A guide to study Drosophila muscle biology.

Weitkunat M, Schnorrer F.
Methods. 2014 Jun 15;68(1):2-14. PMID: 24625467

PUBLICATION

A simple protocol to efficiently engineer the Drosophila genome by TALENs

Zhang X., Ferreira I., and Schnorrer F
Methods, 69, 32-7 (2014)

PUBLICATION

The Drosophila blood brain barrier is maintained by GPCR-dependent dynamic actin structures.

Hatan M, Shinder V, Israeli D, Schnorrer F, Volk T.
J Cell Biol. 2011 Jan 24;192(2):307-19. PMID: 21242289

PUBLICATION

Three-dimensional reconstruction and segmentation of intact Drosophila by ultramicroscopy.

Jährling N, Becker K, Schönbauer C, Schnorrer F, Dodt HU.
Front Syst Neurosci. 2010 Feb 8;4:1. PMID: 20204156

PUBLICATION

In vivo RNAi rescue in Drosophila melanogaster with genomic transgenes from Drosophila pseudoobscura

Langer CC, Ejsmont RK, Schönbauer C, Schnorrer F, Tomancak P.
PLoS One. 2010 Jan 28;5(1):e8928. PMID: 20126626

PUBLICATION

High-resolution, high-throughput SNP mapping in Drosophila melanogaster

Chen D, Ahlford A, Schnorrer F, Kalchhauser I, Fellner M, Viràgh E, Kiss I, Syvänen AC, Dickson BJ
Nat Methods. 2008 Apr;5(4):323-9. PMID: 18327265

PUBLICATION

Ultramicroscopy: 3D reconstruction of large microscopical specimens

Becker K, Jährling N, Kramer ER, Schnorrer F, Dodt HU.
J Biophotonics. 2008 Mar;1(1):36-42. PMID: 19343633

PUBLICATION

Positional cloning by fast-track SNP-mapping in Drosophila melanogaster

Schnorrer F, Ahlford A, Chen D, Milani L, Syvänen AC.
Nat Protoc. 2008;3(11):1751-65. PMID: 18948975

PUBLICATION

The gammaTuRC components Grip75 and Grip128 have an essential microtubule-anchoring function in the Drosophila germline

Vogt N, Koch I, Schwarz H, Schnorrer F, Nüsslein-Volhard C
Development. 2006 Oct;133(20):3963-72. PMID: 16971473

PUBLICATION

RhoGEF2 and the formin Dia control the formation of the furrow canal by directed actin assembly during Drosophila cellularisation

Grosshans J, Wenzl C, Herz HM, Bartoszewski S, Schnorrer F, Vogt N, Schwarz H, Müller HA
Development. 2005 Mar;132(5):1009-20. PMID: 15689371

PUBLICATION

Muscle building; mechanisms of myotube guidance and attachment site selection

Schnorrer F, Dickson BJ
Dev Cell. 2004 Jul;7(1):9-20. PMID: 15239950

PUBLICATION

Axon guidance: morphogens show the way

Schnorrer F, Dickson BJ
Curr Biol. 2004 Jan 6;14(1):R19-21. PMID: 14711429

PUBLICATION

Gamma-tubulin37C and gamma-tubulin ring complex protein 75 are essential for bicoid RNA localization during drosophila oogenesis

Schnorrer F, Luschnig S, Koch I, Nüsslein-Volhard C.
Dev Cell. 2002 Nov;3(5):685-96. PMID: 12431375

PUBLICATION

The molecular motor dynein is involved in targeting swallow and bicoid RNA to the anterior pole of Drosophila oocytes.

Schnorrer F, Bohmann K, Nüsslein-Volhard C.
Nat Cell Biol. 2000 Apr;2(4):185-90. PMID: 10783235

PUBLICATION

Oligomerisation of Tube and Pelle leads to nuclear localisation of dorsal

Grosshans J, Schnorrer F, Nüsslein-Volhard C.
Mech Dev. 1999 Mar;81(1-2):127-38.

PUBLICATION

The cellular localization of the murine serine/arginine-rich protein kinase CLK2 is regulated by serine 141 autophosphorylation

Nayler O, Schnorrer F, Stamm S, Ullrich A.
J Biol Chem. 1998 Dec 18;273(51):34341-8. PMID: 9852100

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