ÉQUIPE

Principes Physiques et Moléculaires de l’Organisation du Cytosquelette

Responsable d'équipe : A. Michelot

Notre équipe a deux objectifs principaux.
Notre premier objectif est de comprendre comment les cellules eucaryotes contrôlent l’assemblage d’un cytosquelette organisé (principalement les microfilaments d’actine). Notre second objectif est de comprendre comment les différentes structures d’actine sont recyclées et renouvelées en fonction des besoins de la cellule.
Nos approches sont multidisciplinaires, utilisant des outils issus de la physique et de la chimie pour répondre à des questions biologiques fondamentales.

GRAND PUBLIC

Le bon fonctionnement d’une cellule au sein de son environnement est lié à sa capacité à exercer des forces ou à résister à des contraintes mécaniques. Un acteur principal de la cellule est son cytosquelette, qui est composé d’un ensemble de polymères biologiques organisés en réseaux. Par leur polymérisation, ou grâce à l’action de moteurs moléculaires, ces réseaux filamenteux assurent le bon fonctionnement de processus cellulaires tels que la migration, l’adhésion, la division ou encore l’endocytose.

Les propriétés de chacun de ces réseaux sont constamment remodelées grâce à l’action de protéines régulatrices, qui vont influencer l’assemblage, le désassemblage, ou l’organisation spatiale des polymères. Toute modification de l’activité de ces protéines régulatrices a donc un impact important sur l’organisation du cytosquelette, et par conséquent sur le comportement de la cellule. Par exemple, la transition d’une tumeur vers la malignité est associée à de nombreuses modifications génétiques et épigénétiques, ayant souvent pour conséquence des défauts d’assemblage du cytosquelette. Ceci altère les propriétés motiles et biomécaniques des cellules cancéreuses, leur permettant ainsi de se propager lors de la formation de métastases.

L’objectif de notre équipe est de dégager des principes généraux permettant de comprendre comment les cellules organisent leur cytosquelette, et comment celui-ci se réorganise sous l’effet de diverses perturbations. Cela implique une connaissance profonde des partenaires moléculaires impliqués, ainsi qu’une capacité à comprendre comment toutes ces molécules se coordonnent dans un environnement cellulaire complexe.

 

PUBLIC EXPERIMENTÉ

Nos travaux s’orientent principalement vers l’actine, qui polymérise en double-hélice pour former des filaments semi-rigides. L’organisation de ces filaments en structures organisées permet ainsi de créer des structures aux propriétés mécaniques variées.

Organisation du cytosquelette d’actine

Nos recherches relatives à l’organisation du cytosquelette d’actine s’articulent autour de deux questions principales.

La première question est de savoir comment les cellules contrôlent le niveau d’assemblage de multiples structures de filaments d’actine à partir d’une source d’actine monomérique commune et présente en quantité limitante. La cellule doit assurer une répartition optimale de ces ressources dans l’espace et dans le temps en fonction de ses besoins.

Nos recherches s’organisent autour de deux mécanismes différents. Tout d’abord, par l’activation de voies de signalisation particulières, la cellule contrôle l’activation ou l’inhibition de facteurs impliqués dans la génération de nouveaux filaments d’actine au sein de structures particulières. Ensuite, en modulant l’activité de facteurs supplémentaires impliqués de façon spécifiques dans l’assemblage de réseaux particuliers, la cellule possède un deuxième mécanisme puissant pour contrôler précisément les flux d’actine.

La deuxième question est de comprendre comment les cellules adressent précisément, spatialement et temporellement, de multiples familles de protéines régulatrices de l’actine à des réseaux particuliers. De façon surprenante, nous avons montré que le recrutement de ces protéines n’est pas dû à un réseau de signalisation spécifique, ou à un contexte cellulaire local tel que le pH ou une concentration saline. Au contraire, le mécanisme de ségrégation des protéines de liaison à l’actine est dû à une régulation biochimique finement contrôlée.

Nous explorons ainsi divers mécanismes permettant d’expliquer comment les filaments d’actine acquièrent une identité particulière. Le premier mécanisme vient du fait que la liaison des protéines régulatrices de l’actine est généralement directement sensible à l’organisation géométrique des filaments d’actine. Le deuxième mécanisme est lié au fait qu’une identité particulière peut être attribuée directement aux filaments d’actine, par exemple par l’apport de modifications particulières. Enfin, le dernier mécanisme est lié au fait que la liaison simultanées de multiples protéines régulatrices peut être favorisée ou limitée par des effet collaboratifs ou compétitifs.

Mecanismes-contribuant-segregation-cellulaire-proteines-liaison-actine

Mécanismes contribuant à la ségrégation cellulaire des protéines de liaison à l’actine

Quelques publications récentes relatives à ce projet :

  • ANTKOWIAK A, GUILLOTIN A, BOEIRO SANDERS M, COLOMBO J, VINCENTELLI R, MICHELOT A. Sizes of actin networks sharing a common environment are determined by the relative rates of assembly. PLoS Biol. 2019 Jun 10 ;17(6) :e3000317
  • BOIERO SANDERS M, ANTKOWIAK A, MICHELOT A. Diversity from Similarity: Cellular Strategies for Assigning Particular Identities to Actin Filaments and Networks. Open Biol. 2020 Sep;10(9):200157
  • BOIERO-SANDERS M, TORET CP, ANTKOWIAK A, GUILLOTIN A, ROBINSON RC, MICHELOT A.  Specialization of actin isoforms derived from the loss of key interactions with regulatory factors. Available in Bioarxiv: https://doi.org/10.1101/2021.02.09.430555
Dynamique de l’actine

La majorité des réseaux d’actine de la cellule sont renouvelés à des échelles de temps de l’ordre de la minute. En d’autres termes, l’actine alterne entre ses états monomériques et dynamiques, cette dynamique rapide étant maintenue grâce à l’énergie libérée par l’hydrolyse d’un ATP lié à chaque molécule d’actine. Le contrôle de cette dynamique fait appel à de multiples régulateurs de l’actine, dont les mécanismes moléculaires sous-jacents sont très mal compris. Cette méconnaissance entraîne notre incapacité à reconstituer à l’heure actuelle des réseaux d’actine dynamiques dans de petits volumes cellulaires à partir de protéines purifiées. Dépasser cette limitation sera essentiel pour envisager à l’avenir des reconstitutions de processus cellulaires dépendant de l’actine plus compliqués.

Notre compréhension de la dynamique de l’actine a peu progressé en l’absence de marqueurs performants permettant de mesurer le taux de recyclage des monomères d’actine. Ce recyclage étant corrélé à l’échange d’une molécule d’ADP pour un ATP, nous avons cherché des analogues nucléotidiques fluorescents pouvant lier l’actine, afin de mesurer précisément ces dynamiques d’échanges. Nous avons déterminé qu’une famille de molécules, les N6-(6-Amino)hexyl-ATP, ont des propriétés chimiques compatibles avec une liaison à l’actine. Nous avons montré que ces molécules possèdent des dynamiques d’échange comparable à celle de l’ATP, maintiennent des interactions fonctionnelles avec un certain nombre de protéines de liaison à l’actine importantes. Nous avons aussi déterminé que plusieurs couleurs de fluorophores peuvent être utilisées, que la polymérisation de l’actine est possible avec ces nucléotides fluorescents, et que ceux-ci sont hydrolysés par l’actine pour fournir de l’énergie à ces réactions.

(A)Modélisation structurale d’ATP-ATTO-488 lié à un monomère d’actine (B)Filaments d’actine marqués par ATP-ATTO-488 et observés en microscopie à onde évanescente.

(A) Modélisation structurale d’ATP-ATTO-488 lié à un monomère d’actine
(B) Filaments d’actine marqués par ATP-ATTO-488 et observés en microscopie à onde évanescente.

Quelques publications récentes relatives à ce projet :

  • COLOMBO J*, ANTKOWIAK A*, KOGAN K, KOTILA T, ELLIOTT J, GUILLOTIN A, LAPPALAINEN P, MICHELOT A. A Functional Family of Fluorescent Nucleotide Analogues to Investigate Actin Dynamics and Energetics. Nat Commun. 2021 Jan 22;12(1):548 (* equal contribution)
  • GRESSIN L, GUILLOTIN A, GUERIN C, BLANCHOIN L, MICHELOT A*. Architecture Dependence of Actin Filament Network Disassembly. Curr Biol. 2015 Jun 1;25(11):1437-47
Nos outils au laboratoire

Pour répondre à des questions mécanistiques précises, nous complémentons les approches de biochimie, de génétique et de biologie cellulaire classiques par des approches biomimétiques bio-inspirées. L’utilisation de systèmes simplifiés et la capacité de modifier les composants individuels sans la contribution active et la complexité de la cellule a déjà été démontrée comme étant essentielle à la compréhension de propriétés fondamentales de nombreux systèmes biologiques.

Outil-laboratoire

Nous utilisons généralement deux approches complémentaires pour reconstituer des processus biologiques d’intérêt. Avec des approches dites du “bas-vers-le-haut”, nous purifions les composants essentiels puis les assemblons. Les composants sont ajoutés un-par-un dans le système, afin de comprendre progressivement comment ils coopèrent, et afin de comprendre le rôle d’une molécule particulière en présence d’un nombre limité de partenaires. Cependant, pour des processus cellulaires impliquant la participation d’un nombre de molécules plus important, l’approche du “bas-vers-le-haut” peut s’avérer difficile car elle requiert la purification de tous les composants dans leur forme active. Dans ce cas-là, nous utilisons des extraits cellulaires, parce qu’ils contiennent un mélange de toutes les protéines qui sont essentielles au processus. Nous sommes experts dans la déplétion génétique de ces extraits, où les composants sont enlevés un-par-un. Cette approche du “haut-vers-le-bas” permet de tester l’effet de leur absence dans un environnement proche de l’environnement physiologique. Au final, les deux approches “du bas-vers-le-haut” et du “haut-vers-le-bas” sont utilisées dans différents systèmes expérimentaux afin de relier les systèmes biochimiques les plus simples à la complexité de la cellule.

Photo d’équipe pré-covid De gauche à droite: Christopher Toret, Adrien Antkowiak, Agathe de Neufville, Jessica Colombo, Audrey Guillotin, Micaela Boiero-Sanders, Thomas Le Goff, Alphée Michelot and Reda Belbahri

Photo d’équipe pré-covid
De gauche à droite: Christopher Toret, Adrien Antkowiak, Agathe de Neufville, Jessica Colombo, Audrey Guillotin, Micaela Boiero-Sanders, Thomas Le Goff, Alphée Michelot and Reda Belbahri


Selected publications

PUBLICATION

A Functional Family of Fluorescent Nucleotide Analogues to Investigate Actin Dynamics and Energetics

Jessica Colombo, Adrien Antkowiak, Konstantin Kogan, Tommi Kotila, Jenna Elliott, Audrey Guillotin, Pekka Lappalainen, Alphée Michelot
Nat Commun . 2021 Jan 22;12(1):548. doi: 10.1038/s41467-020-20827-4. PMID: 33483497

PUBLICATION

Diversity from Similarity: Cellular Strategies for Assigning Particular Identities to Actin Filaments and Networks

Micaela Boiero Sanders, Adrien Antkowiak, Alphée Michelot
Open Biol . 2020 Sep;10(9):200157. doi: 10.1098/rsob.200157. Epub 2020 Sep 2. PMID: 32873155

PUBLICATION

Mechanical stiffness of reconstituted actin patches correlates tightly with endocytosis efficiency

Planade J, Belbahri R, Boiero Sanders M, Guillotin A, du Roure O, Michelot A, Heuvingh J.
PLoS Biol. 2019 Oct 25;17(10):e3000500. doi: 10.1371/journal.pbio.3000500. eCollection 2019 Oct. PMID: 31652255

PUBLICATION

Sizes of actin networks sharing a common environment are determined by the relative rates of assembly

Adrien Antkowiak, Audrey Guillotin , Micaela Boiero Sanders, Jessica Colombo, Renaud Vincentelli, Alphée Michelot
PLoS Biol . 2019 Jun 10;17(6):e3000317. doi: 10.1371/journal.pbio.3000317. eCollection 2019 Jun. PMID: 31181075

PUBLICATION

Tropomyosin Isoforms Specify Functionally Distinct Actin Filament Populations In Vitro

Gergana Gateva, Elena Kremneva, Theresia Reindl, Tommi Kotila, Konstantin Kogan, Laurène Gressin, Peter W Gunning, Dietmar J Manstein, Alphée Michelot, Pekka Lappalainen
Curr Biol . 2017 Mar 6;27(5):705-713. doi: 10.1016/j.cub.2017.01.018. Epub 2017 Feb 16. PMID: 28216317

PUBLICATION

Architecture dependence of actin filament network disassembly

Laurène Gressin, Audrey Guillotin, Christophe Guérin, Laurent Blanchoin, Alphée Michelot
Curr Biol . 2015 Jun 1;25(11):1437-47. doi: 10.1016/j.cub.2015.04.011. Epub 2015 Apr 23. PMID: 25913406

PUBLICATION

Actin filament elongation in Arp2/3-derived networks is controlled by three distinct mechanisms

Michelot A, Grassart A, Okreglak V, Costanzo M, Boone C, Drubin DG.
Dev Cell. 2013 Jan 28;24(2):182-95. PMID: 23333351

PUBLICATION

Actin cytoskeleton: a team effort during actin assembly

Blanchoin L, Michelot A.
Curr Biol. 2012 Aug 21;22(16):R643-5. PMID: 22917514

PUBLICATION

Building distinct actin filament networks in a common cytoplasm

Michelot A, Drubin DG.
Curr Biol. 2011 Jul 26;21(14):R560-9. PMID: 21783039

PUBLICATION

Reconstitution and protein composition analysis of endocytic actin patches

Michelot A, Costanzo M, Sarkeshik A, Boone C, Yates JR 3rd, Drubin DG.
Curr Biol. 2010 Nov 9;20(21):1890-9. PMID: 21035341

PUBLICATION

Actin-filament stochastic dynamics mediated by ADF/cofilin.

Michelot A, Berro J, Guérin C, Boujemaa-Paterski R, Staiger CJ, Martiel JL, Blanchoin L.
Curr Biol. 2007 May 15;17(10):825-33. PMID: 17493813

PUBLICATION

A novel mechanism for the formation of actin-filament bundles by a nonprocessive formin.

Michelot A, Derivery E, Paterski-Boujemaa R, Guérin C, Huang S, Parcy F, Staiger CJ, Blanchoin L.
Curr Biol. 2006 Oct 10;16(19):1924-30. PMID: 17027489

PUBLICATION

The formin homology 1 domain modulates the actin nucleation and bundling activity of Arabidopsis FORMIN1.

Michelot A, Guérin C, Huang S, Ingouff M, Richard S, Rodiuc N, Staiger CJ, Blanchoin L.
Plant Cell. 2005 Aug;17(8):2296-313 PMID: 15994911

PUBLICATION

Linking single-cell decisions to collective behaviours in social bacteria

Céline Dinet, Alphée Michelot, Julien Herrou, Tâm Mignot
Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci . 2021 Mar 15;376(1820):20190755. PMID: 33487114

PUBLICATION

Amoeboid Swimming Is Propelled by Molecular Paddling in Lymphocytes

Laurene Aoun, Alexander Farutin, Nicolas Garcia-Seyda , Paulin Nègre , Mohd Suhail Rizvi, Sham Tlili, Solene Song, Xuan Luo, Martine Biarnes-Pelicot , Rémi Galland, Jean-Baptiste Sibarita, Alphée Michelot, Claire Hivroz, Salima Rafai, Marie-Pierre Valignat , Chaouqi Misbah , Olivier Theodoly
Biophys J . 2020 Sep 15;119(6):1157-1177. doi: 10.1016/j.bpj.2020.07.033. Epub 2020 Aug 12. PMID: 32882187

PUBLICATION

Force Production by a Bundle of Growing Actin Filaments Is Limited by Its Mechanical Properties

Jean-Louis Martiel, Alphée Michelot, Rajaa Boujemaa-Paterski, Laurent Blanchoin, Julien Berro
Biophys J . 2020 Jan 7;118(1):182-192. doi: 10.1016/j.bpj.2019.10.039. Epub 2019 Nov 6. PMID: 31791547

PUBLICATION

Site-specific cation release drives actin filament severing by vertebrate cofilin

Kang H, Bradley MJ, Cao W, Zhou K, Grintsevich EE, Michelot A, Sindelar CV, Hochstrasser M, De La Cruz EM.
Proc Natl Acad Sci U S A. 2014 Dec 16;111(50):17821-6. PMID: 25468977

PUBLICATION

Cofilin-2 controls actin filament length in muscle sarcomeres

Kremneva E, Makkonen MH, Skwarek-Maruszewska A, Gateva G, Michelot A, Dominguez R, Lappalainen P.
Dev Cell. 2014 Oct 27;31(2):215-26. PMID: 25373779

PUBLICATION

Membrane-sculpting BAR domains generate stable lipid microdomains.

Zhao H, Michelot A, Koskela EV, Tkach V, Stamou D, Drubin DG, Lappalainen P.
Cell Rep. 2013 Sep 26;4(6):1213-23. PMID: 24055060

PUBLICATION

Lsb1 is a negative regulator of las17 dependent actin polymerization involved in endocytosis.

Spiess M, de Craene JO, Michelot A, Rinaldi B, Huber A, Drubin DG, Winsor B, Friant S.
PLoS One. 2013;8(4):e61147 PMID: 23577202

PUBLICATION

Mechanism and cellular function of Bud6 as an actin nucleation-promoting factor.

Graziano BR, DuPage AG, Michelot A, Breitsprecher D, Moseley JB, Sagot I, Blanchoin L, Goode BL.
Mol Biol Cell. 2011 Nov;22(21):4016-28. PMID: 21880892

PUBLICATION

Determinants of endocytic membrane geometry, stability, and scission

Kishimoto T, Sun Y, Buser C, Liu J, Michelot A, Drubin DG.
Proc Natl Acad Sci U S A. 2011 Nov 1;108(44):E979-88. PMID: 22006337

PUBLICATION

The formin DAD domain plays dual roles in autoinhibition and actin nucleation.

Gould CJ1, Maiti S, Michelot A, Graziano BR, Blanchoin L, Goode BL.
Curr Biol. 2011 Mar 8;21(5):384-90. PMID: 21333540

PUBLICATION

A "primer"-based mechanism underlies branched actin filament network formation and motility.

Achard V, Martiel JL, Michelot A, Guérin C, Reymann AC, Blanchoin L, Boujemaa-Paterski R.
Curr Biol. 2010 Mar 9;20(5):423-8. PMID: 20188562

PUBLICATION

Stochastic severing of actin filaments by actin depolymerizing factor/cofilin controls the emergence of a steady dynamical regime.

Roland J, Berro J, Michelot A, Blanchoin L, Martiel JL.
Biophys J. 2008 Mar 15;94(6):2082-94. PMID: 18065447

PUBLICATION

Attachment conditions control actin filament buckling and the production of forces.

Berro J, Michelot A, Blanchoin L, Kovar DR, Martiel JL.
Biophys J. 2007 Apr 1;92(7):2546-58. PMID: 17208983

PUBLICATION

Villin Severing Activity Enhances Actin-Based Motility in vivo

Revenu C, Courtois M, Michelot A, Sykes C, Louvard D, Robine S.
Mol Biol Cell. 2007 Mar;18(3):827-38. PMID: 17182858

Interactions

NATIONAL
  • Olivia du Roure et Julien Heuvingh, ESPCI Paris
  • Clément Campillo, Université d’Evry
  • Tam Mignot, LCB, Marseille
  • Loïc Le Goff, Institut Fresnel, Marseille
  • Renaud Vincentelli, AFMB, Marseille
INTERNATIONAL
  • Pekka Lappalainen, University of Helsinki
  • Robert Robinson, Okayama University
  • Marka Kaksonen, University of Geneva

Financement

ERC

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Labex

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Juna Como       Annafrancesca Rigato
Alphée Michelot
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Alphée Michelot

Chercheur

Alphée Michelot a étudié la physique et la chimie à l'Ecole Normale Supérieure de Lyon en France. Après un doctorat en biophysique et biochimie à l'Université de Grenoble, en France, il a travaillé comme post-doc dans le département de biologie moleculaire et cellulaire à l'Université de Californie (Berkeley, Etats-Unis). Il a rejoint le CNRS comme chercheur à l'Institut de Recherches en Technologies et Sciences pour le Vivant (Grenoble, France) en 2012. Chef d'équipe à l'Institut de biologie du développement de Marseille depuis 2015, il concentre sa recherche sur les principes moléculaires et physiques de l'assemblage de l'actine.

Juna Como
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Juna Como

Doctorant

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Christine Hajjar

Ingénieur / Technicien

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Lixin Huang

Etudiant - Master - M2

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Fabina Kandiyoth

Doctorant

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Annafrancesca Rigato

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