ÉQUIPE
Réponse immunitaire et développement chez la Drosophile
Responsable d'équipe : J. Royet
Nous utilisons le modèle drosophile pour disséquer les mécanismes moléculaires par lesquels le système nerveux des eucaryotes détecte les bactéries environnementales et comprendre comment ces interactions bactéries-neurones modifient le comportement de l’hôte.
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Expression du rapporteur Dipt::cherry (rouge) dans l’intestin moyen d’une larve de drosophile (noyau des cellules, DAPI/bleu) infectée par des bactéries (vert).
Les animaux vivent dans un environnement peuplé de microorganismes, pour la plupart inoffensifs. Toutefois, comme certains de ces microbes sont pathogènes et menacent l’intégrité de l’hôte, les animaux ont, au fil du temps, acquis un système immunitaire qui élimine les pathogènes. En appui des stratégies visant l’éradication directe de l’agent causal de l’infection, les animaux, y compris les humains, adoptent des comportements, regroupés sous le terme générique d’immunité comportementale, qui permettent de réduire l’impact de l’infection sur eux-mêmes ou sur leur progéniture. Si les mécanismes moléculaires par lesquels les micro-organismes sont éliminés par le système immunitaire sont connus avec précision, les médiateurs de l’immunité comportementale restent largement ignorés. Nous tirons parti de la puissance de la génétique des drosophiles pour disséquer les mécanismes moléculaires par lesquels les cellules non immunes, tels que les neurones ou les cellules gliales, détectent les bactéries et comment cette détection déclenche des changements dans le comportement et la physiologie de l’hôte. Les études montrant que les souris ayant une capacité réduite à détecter les bactéries ont un comportement anormal suggèrent que notre projet aura des implications au-delà du modèle de la drosophile, à savoir chez les mammifères.
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Comme les eucaryotes vivent dans un environnement fortement contaminé par des microorganismes, il n’est pas surprenant qu’ils aient tissé, au fil du temps, des relations complexes et intimes entre eux. Ainsi, il est maintenant clair que les eucaryotes ont développé des mécanismes qui leur permettent de percevoir la présence de bactéries et d’adapter leur réponse immunitaire, leur état physiologique ou même leur comportement en conséquence. Les bactéries peuvent interagir avec le système nerveux des eucaryotes, soit au profit du microbe qui modifie le comportement de l’hôte, soit au profit de l’hôte qui adapte son comportement à l’infection. Cependant, les molécules qui sous-tendent le dialogue entre les bactéries et les neurones de leurs hôtes ne sont, dans la plupart des cas, pas identifiées et, lorsqu’elles le sont, leur mode d’action est mal compris. Notre objectif est d’utiliser les dernières technologies en matière de génétique, d’imagerie et de bio-informatique pour identifier les acteurs et les réseaux moléculaires qui régissent ce dialogue particulier entre procaryotes et procaryotes. Nous effectuons nos recherches chez la drosophile dont le génome est facilement modifiable grâce à la technologie CRISPR/Cas9 et dans lequel la plupart des processus biologiques fondamentaux sont partagés avec les mammifères.

Domaine d’expression du rapporteur Dipt::Cherry (rouge) et de la protéine de fusion PGRP-LE::GFP (vert) dans le proventricule d’une larve de drosophile (noyau des cellules, DAPI/bleu).
Un aspect de cette recherche porte sur un composant spécifique de la paroi cellulaire des bactéries, appelé peptidoglycane (PGN). Le PGN est un constituant majeur de la paroi bactérienne. Lorsqu’il est présent dans la cavité de l’hôte, il provoque une série de réactions, la principale étant l’activation de la réponse immunitaire antibactérienne suite à sa détection par les protéines sentinelles de l’hôte. Un défaut de détection du PGN dérivé du microbiote par les protéines de la famille NOD entraîne l’apparition de la maladie de Crohn, l’une des pathologies inflammatoires intestinales les plus répandues chez l’homme. Des travaux antérieurs du laboratoire ont démontré que chez les mouches infectées, le PGN dérivé des bactéries du microbiote peut être détecté par certains neurones du système nerveux central de la mouche. Cette interaction entre PGN et neurone induit une série de changements comportementaux qui réduisent les conséquences de l’infection sur l’hôte. Nous avons démontré que le PGN est directement détecté par quelques neurones octopaminergiques du cerveau. À leur tour, ces neurones inhibent le comportement de ponte des femelles infectées. Nous avons identifié des protéines exprimées dans ces neurones qui leur permettent de détecter le PGN et de moduler ses effets sur les neurones. Il est intéressant de noter que ces protéines qui appartiennent à la voie NF-B sont les mêmes que celles requises dans les cellules immunitaires pour déclencher une réponse antibactérienne lors de la détection du PGN. Certaines de ces protéines ne sont pas seulement exprimées dans les neurones régulant la ponte mais aussi dans les neurones sensoriels externes tels que les sensilles gustatives, ce qui suggère que les interactions entre les neurones et le PGN concernent également des fonctions supérieures des mouches, telles que l’alimentation. Notre laboratoire tire donc parti de la puissance de la génétique de la drosophile pour disséquer au niveau moléculaire les mécanismes par lesquels les neurones détectent le PGN et comment cette interaction se traduit par des changements de comportement pour l’hôte. Des résultats récents montrant que les récepteurs et les transporteurs du PGN sont exprimés dans le cerveau de la souris et que les souris déficientes pour ces protéines présentent des altérations du comportement social, nous laissent penser que les mécanismes que nous étudions existent également chez les mammifères.
Selected publications
PUBLICATION
March 4th, 2022
Gut-derived peptidoglycan remotely inhibits bacteria dependent activation of SREBP by Drosophila adipocytes
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October 10th, 2020
How Bacteria Impact Host Nervous System and Behaviors: Lessons from Flies and Worms
PUBLICATION
August 24th, 2020
Gut bacteria-derived peptidoglycan induces a metabolic syndrome-like phenotype via NF-κB-dependent insulin/PI3K signaling reduction in Drosophila renal system
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June 26th, 2020
Drosophila Aversive Behavior toward Erwinia carotovora carotovora Is Mediated by Bitter Neurons and Leukokinin
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March 11th, 2020
Uridine Catabolism Breaks the Bonds of Commensalism
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October 29th, 2019
Peptidoglycan-dependent NF-κB activation in a small subset of brain octopaminergic neurons controls female oviposition
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March 14th, 2018
Lipid Catabolism Fuels Drosophila Gut Immunity
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February 14th, 2018
Cytosolic and Secreted Peptidoglycan-Degrading Enzymes in Drosophila Respectively Control Local and Systemic Immune Responses to Microbiota
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May 22nd, 2017
Drosophila larvae food intake cessation following exposure to Erwinia contaminated media requires odor perception, Trpa1 channel and evf virulence factor
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March 7th, 2017
Peptidoglycan sensing by octopaminergic neurons modulates Drosophila oviposition.
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January 13th, 2017
Inhibition of a NF-κB/Diap1 Pathway by PGRP-LF Is Required for Proper Apoptosis during Drosophila Development
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October 29th, 2019
Peptidoglycan-dependent NF-κB activation in a small subset of brain octopaminergic neurons controls female oviposition
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July 18th, 2017
Oligopeptide Transporters of the SLC15 Family Are Dispensable for Peptidoglycan Sensing and Transport in Drosophila.
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January 8th, 2016
Bacteria sensing mechanisms in Drosophila gut: Local and systemic consequences.
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January 1st, 2016
Tissue-Specific Regulation of Drosophila NF-x03BA;B Pathway Activation by Peptidoglycan Recognition Protein SC.
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April 14th, 2014
Drosophila Microbiota Modulates Host Metabolic Gene Expression via IMD/NF-κB Signaling.
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November 23rd, 2013
Mutations in the Drosophila ortholog of the vertebrate Golgi pH regulator (GPHR) protein disturb endoplasmic reticulum and Golgi organization and affect systemic growth.
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June 4th, 2013
Mecanisms and consequences of bacteria detection by the Drosophila midgut.
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December 21st, 2012
The Drosophila inner-membrane protein PMI controls cristae biogenesis and mitochondrial diameter.
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August 16th, 2012
Peptidoglycan sensing by the receptor PGRP-LE in the Drosophila gut induces immune responses to infectious bacteria and tolerance to microbiota.
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February 1st, 2012
Gut-microbiota interactions in non-mammals: what can we learn from Drosophila?
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November 11th, 2011
Peptidoglycan recognition proteins: modulators of the microbiome and inflammation.
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November 1st, 2011
Epithelial homeostasis and the underlying molecular mechanisms in the gut of the insect model Drosophila melanogaster.
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October 1st, 2011
Toll-8/Tollo negatively regulates antimicrobial response in the Drosophila respiratory epithelium.
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September 7th, 2011
Lactobacillus plantarum promotes Drosophila systemic growth by modulating hormonal signals through TOR-dependent nutrient sensing.
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April 1st, 2011
The Drosophila peptidoglycan-recognition protein LF interacts with peptidoglycan-recognition protein LC to downregulate the Imd pathway.
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March 2nd, 2011
Polyglutamine Atrophin provokes neurodegeneration in Drosophila by repressing fat.
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March 1st, 2011
Inner-membrane proteins PMI/TMEM11 regulate mitochondrial morphogenesis independently of the DRP1/MFN fission/fusion pathways.
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February 28th, 2011
Lack of an antibacterial response defect in Drosophila toll-9 mutant.
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January 1st, 2010
Drosophila immune response: From systemic antimicrobial peptide production in fat body cells to local defense in the intestinal tract.
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September 1st, 2009
Maintaining immune homeostasis in the fly gut.
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June 16th, 2009
Elimination of plasmatocytes by targeted apoptosis reveals their role in multiple aspects of the Drosophila immune response.
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May 1st, 2009
Bacterial detection by Drosophila peptidoglycan recognition proteins.
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May 15th, 2008
The Drosophila membrane-associated protein PGRP-LF prevents IMD/JNK pathways triggering by blocking PGRP-LC activation.
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May 1st, 2008
Crystal structure of Drosophila PGRP-SD suggests binding to DAP-type but not lysine-type peptidoglycan. Molecular Immunology.
PUBLICATION
April 1st, 2007
Peptidoglycan recognition proteins: pleiotropic sensors and effectors of antimicrobial defences.
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February 1st, 2006
Downregulation of the Drosophila Immune Response by Peptidoglycan-Recognition Proteins SC1 and SC2.
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February 1st, 2005
Sensing and signaling during infection in Drosophila.
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November 1st, 2004
Infectious non-self recognition in invertebrates: lessons from Drosophila and other insect models.
PUBLICATION
November 1st, 2004
Function of the drosophila pattern-recognition receptor PGRP-SD in the detection of Gram-positive bacteria.
PUBLICATION
March 1st, 2004
Drosophila melanogaster innate immunity: an emerging role for Peptidoglycan Recognition Proteins in bacteria detection.
PUBLICATION
January 1st, 2004
Toll-dependent and Toll-independent immune responses in Drosophila.
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December 19th, 2003
Dual activation of the Drosophila Toll pathway by two Pattern Recognition Receptors.
PUBLICATION
December 1st, 2003
Detection of peptidoglycans by NOD proteins.
PUBLICATION
November 15th, 2003
Silencing of Toll pathway components by direct injection of double-stranded RNA into Drosophila adult flies.
PUBLICATION
November 19th, 2002
Notch signaling controls lineage specification during Drosophila larval hematopoiesis.
PUBLICATION
April 11th, 2002
The Drosophila immune response against Gram-negative bacteria is mediated by a peptidoglycan recognition protein.
PUBLICATION
December 13th, 2001